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목차

표제지=0,1,1

제출문=I,2,1

요약문=II,3,10

연구보고서 목차=XII,13,8

표목차=XX,21,2

그림 목차=XXII,23,6

제1장 수산가공폐기물(가자미 frame 및 민태껍질)로부터 가수분해물의 제조 및 기능성 소재로서의 이용=1,29,1

제1절 서론=1,29,8

제2절 재료 및 방법=9,37,1

1. 재료=9,37,2

2. 참치 내장으로부터 조효소의 추출 및 활성측정=10,38,1

2.1. 참치내장으로부터 조효소의 추출=10,38,3

2.2. 참치 내장에서 추출한 조효소의 활성 측정=12,40,1

2.2.1. 천연기질에 대한 활성 측정=12,40,2

2.2.2. 합성기질에 대한 활성 측정=13,41,1

2.2.2.1. Azocoll에 대한 활성 측정=13,41,1

2.2.2.2. Trypsin에 대한 합성기질의 활성 측정=13,41,2

2.2.2.3. α-Chymotrypsin에 대한 합성기질의 활성 측정=14,42,2

3. 가자미 frame 단백질에 대한 최적 가수분해조건 검토=15,43,1

3.1. 일반성분 분석=15,43,1

3.2. 가수분해도 측정=15,43,1

3.3. pH 효과=15,43,2

3.4. 온도에 대한 효과=16,44,1

3.5. 기질농도에 대한 효과=16,44,1

3.6. 기질 대 효소비에 대한 효과=16,44,1

3.7. 반응간에 대한 효과=16,44,1

3.8. 가자미 frame 단백질 가수분해물의 분자량별 분획=16,44,1

4. 민태 껍질로부터 젤라틴의 추출=17,45,1

5. 민태 껍질 젤라틴의 가수분해 및 분자량별 분리=17,45,1

5.1. 젤라틴의 최적 가수분해효소의 선별=17,45,1

5.2. 가수분해도 측정=17,45,2

5.3. pH 효과=18,46,1

5.4. 온도에 대한 효과=18,46,1

5.5. 기질농도에 대한 효과=18,46,1

5.6. 기질 대 효소비에 대한 효과=18,46,1

5.7. 반응시간에 대한 효과=18,46,2

5.8. 민태 껍질 젤라틴 가수분해물의 분자량별 분획=19,47,2

6. 가수분해물에 대한 항산화활성 측정=21,49,1

6.1. Ferric thiocyanate method=21,49,1

6.2. Radical scavenging activity(RSA) 측정=21,49,1

6.3. 농도에 따른 항산화력 측정=21,49,1

6.4. 상승효과 측정=21,49,2

6.5. 세포배양계에서의 항산화효과=22,50,1

6.5.1. 세포배양=22,50,1

6.5.2. 세포정량=22,50,1

6.5.3. 항산화활성물질의 세포독성 측정=22,50,2

6.5.4. t-BHP 농도별 세포괴사에 대한 가수분해물의 효과=23,51,1

6.5.5. t-BHP의 세포괴사에 대한 가수분해물의 농도별 효과=23,51,1

7. 항고혈압 활성 측정=23,51,1

7.1. ACE 저해활성을 통한 항고혈압활성 측정=23,51,2

7.2. In vivo에 의한 혈압강하활성 측정=24,52,2

8. 생리기능성 물질의 분리,정제 및 특성=25,53,1

8.1. 이온교환 크로마토그래피=25,53,1

8.2. 겔여과 크로마토그래피=25,53,2

8.3. HPLC를 이용한 생리활성물질의 최종 분리 및 정제=26,54,1

8.4. 생리활성 펩타이드의 정제도 및 분자량 측정=26,54,1

8.5. 생리활성 펩타이드의 구성아미노산 분석=26,54,1

8.6. 생리활성 펩타이드의 아미노산 서열분석을 통한 2차 구조해석=26,54,2

제3절 결과 및 고찰=28,56,1

1. 가자미 frame 및 민태 껍질의 일반성분 분석=28,56,1

2. 어류 내장 유래 조효소의 추출 및 특성=29,57,1

2.1. 천연기질에 대한 조효소의 활성=29,57,2

2.2. 합성기질에 대한 활성=30,58,2

3. 가자미 frame 단백질에 대한 최적 가수분해 조건=32,60,1

3.1. 효소별 단백질 가수분해도=32,60,1

3.2. TICE를 이용한 가자미 frame 단백질 가수분해의 최적조건 검토=32,60,1

3.2.1. pH에 따른 가수분해도 측정=32,60,3

3.2.2. 온도에 따른 가수분해도 측정=35,63,1

3.2.3. 기질농도에 따른 가수분해 효과=35,63,3

3.2.4. 기질 대 효소비에 따른 가수분해 효과=38,66,1

3.2.5. 가수분해에 대한 반응시간의 효과=38,66,3

4. 가자미 frame 단백질 가수분해물에 대한 생리활성 스크리닝=41,69,1

4.1. 효소별 가수분해물의 항산화효과 예비 검토=41,69,1

4.2. 항고혈압 효과 예비 검토=41,69,1

5. 가자미 frame 단백질로부터 항산화활성 peptide 탐색=41,69,2

5.1. 가자미 frame으로부터 항산화활성을 위한 가수분해물 제조=42,70,1

5.2. 한외여과막 반응기를 이용한 가자미 frame 가수분해물의 분자량별 분리=42,70,5

5.3. 분자량별 가수분해물의 항산화활성 효과=46,74,6

5.4. 가자미 단백질 가수분해물의 농도에 대한 항산화성 효과=52,80,1

5.5. 상승효과=52,80,5

6. 가자미 frame 가수분해물로부터 고분자 항산화활성 펩타이드의 분리 및 정제=57,85,1

6.1. 항산화활성 펩타이드의 분리 및 정제=57,85,1

6.1.1. 이온 크로마토그래피=57,85,1

6.1.2. 겔 크로마토그래피=57,85,2

6.1.3. HPLC를 이용한 역상 크로마토그래피=58,86,5

6.2. 순도확인 및 분자량 측정=63,91,1

6.3. 항산화 펩타이드의 아미노산 조성 및 2차 구조분석=63,91,2

6.4. 세포 배양계에서 가자미 frame 가수분해물의 항산화활성 검토=65,93,1

6.4.1. 배양 정상간세포에 대한 항산화활성 peptide의 세포독성=65,93,1

6.4.2. t-BHP 농토별 세포괴사에 대한 가수분해물의 항산화작용=65,93,2

6.4.3. t-BHP로 유도된 배양 간세포에서 lipid peroxidation에 대한 항산화 펩타이드의 효과=66,94,1

6.4.4. 세포배양계에서의 항산화 펩타이드가 항산화 효소에 미치는 효과=66,94,9

7. 가자미 frame 단백질로부터 항고혈압 peptide 탐색=75,103,1

7.1. 가자미 frame으로부터 항고혈압활성 가수분해물 제조=75,103,1

7.2. 한외여과막 반응기를 이용한 ACE 저해활성 peptide의 분리=75,103,4

7.3. 가수분해 물로부터 ACE 저해 펩타이드의 분리ㆍ정제=79,107,1

7.3.1. 이온교환 크로마토그래피=79,107,1

7.3.2. HPLC상에서의 겔 크로마토그래피=79,107,5

7.3.3. HPLC를 이용한 역상 크로마토그래피=84,112,4

7.4. MALDI-TOF mass를 이용한 분자량 측정 및 정제도 확인=88,116,1

7.5. ACE 저해활성 펩타이드의 아미노산 서열결정=88,116,3

7.6. ACE 저해활성 펩타이드의 in vivo에서 혈압강하 활성측정=90,118,1

7.7. 펩타이드의 ACE 저해작용 기작=90,118,5

8. 민태 껍질로부터 젤라틴(gelatin)의 가수분해물 제조=95,123,1

8.1.민태 껍질로부터 gelatin 추출=95,123,5

8.2. 효소에 따른 가수분해도 측정=100,128,1

9. 민태 껍질 젤라틴 가수분해물에 대한 생리활성 스크리닝=100,128,1

9.1. 효소별 가수분해물의 항산화활성 검토=100,128,2

9.2. 항고혈압 활성의 검토=101,129,1

10. 민태 껍질 젤라틴으로부터 항산화활성 펩타이드 탐색=101,129,1

10.1. 민태 껍질 젤라틴 가수분해물의 분자량별 분리=101,129,1

10.2. 분자량별 가수분해물의 항산화활성 효과=101,129,2

10.3. 상승효과=102,130,5

11. 민태 껍질 젤라틴 가수분해물로부터 항산화활성 펩타이드의 분리 및 정제=107,135,1

11.1. 항산화활성 펩타이드의 분리 및 정제=107,135,5

11.2. 항산화 펩타이드의 아미노산 서열분석=112,140,2

12. 세포 배양계에서 민태 껍질 젤라틴 가수분해물의 항산화활성 검토=114,142,1

12.1. 배양 정상간세포에 대한 가수분해물의 세포독성=114,142,1

12.2. t-BHP 농도별 세포괴사에 가수분해물의 항산화작용=114,142,1

12.3. t-BHP로 유도된 배양 간세포에서 lipid peroxidation에 대한 항산화 펩타이드의 효과=114,142,4

13. 세포배양계에서의 항산화 펩타이드가 항산화 효소에 미치는 효과=118,146,5

제4절 요약=123,151,4

제2장 홍합 발효조미액 및 수산가공잔사 가수분해물을 이용한 기능성 천연조미료의 개발=127,155,1

제1절 서론=127,155,2

제2절 재료 및 방법=129,157,1

1. 재료=129,157,2

2. 홍합을 이용한 발효조미액의 제조=130,158,1

3. 홍합 발효조미액의 성분분석=130,158,1

3.1. 일반성분 분석=130,158,1

3.2. 구성아미노산 분석=130,158,1

3.3. 유리아미노산 분석=130,158,2

3.4. 핵산관련물질의 분석=131,159,1

4. 홍합발효조미액 성분의 생리활성 검토=131,159,1

4.1. 항산화활성 측정=131,159,1

4.1.1. Ferric thiocyanate method=131,159,2

4.1.2. Radical scavenging activity (RSA) 측정=132,160,1

4.2. 항고혈압 활성 측정=132,160,1

4.2.1. ACE 저해활성을 통한 항고혈압활성 측정=132,160,1

4.2.2. In vivo에 의한 혈압강하활성 측정=132,160,2

4.3. 항암활성 측정=133,161,1

4.3.1. 세포배양=133,161,1

4.3.2 세포정량=133,161,1

4.3.3. 세포증식능 측정에 의한 항암활성 측정=133,161,2

4.3.4. 항암활성물질의 농도에 따른 세포독성 측정=134,162,1

5. 홍합 발효조미액 가수분해물로부터 생리활성 펩타이드의 분리 및 정제=134,162,1

5.1. 이온교환 크로마토그래피=134,162,1

5.2. 겔여과 크로마토그래피=135,163,1

5.3. HPLC를 이용한 생리활성물질의 최종 분리 및 정제=135,163,1

5.4. 생리활성 펩타이드의 정제도 및 분자량 측정=135,163,1

5.5. 생리활성 펩타이드의 아미노산 서열분석을 통한 2차 구조해석=135,163,2

6. 천연 기능성 복합 조미료 제조=136,164,1

7. 관능평가=136,164,1

제3절 결과 및 고찰=137,165,1

1. 패류를 이용한 발효조미액의 제조=137,165,1

1.1. 발효조미액의 제조=137,165,1

1.2. 발효조미액의 일반성분=137,165,1

1.3. 발효조미액의 아미노산 분석=137,165,2

1.4. 발효조미액의 핵산관련물질의 분석=138,166,5

2. 자가숙성된 홍합 발효조미액으로부터 다양한 생리활성 탐색=143,171,1

3. 홍합 발효조미액으로부터 항고혈압활성 펩타이드의 분리 및 정제=143,171,1

3.1 겔 크로마토그래피를 이용한 ACE저해 펩타이드의 분리정제=143,171,1

3.2 이온 크로마토그래피에 의한 ACE저해 펩타이드의 분리ㆍ정제=144,172,1

3.3 고성능 액체크로마토그래피에 의한 분리=144,172,2

3.4. ACE 저해활성 펩타이드의 in vivo에서 혈압강하 활성측정=145,173,8

4. 자가숙성된 홍합 발효조미액으로부터 항암 활성 탐색=153,181,1

4.1. 홍합 발효효미액으로부터 항암활성 펩타이드의 분리 및 정제=153,181,1

4.2 배양 정상간세포에 대한 발효조미액의 세포독성=153,181,1

4.3 홍합 발효조미액의 항암활성=153,181,7

5. 가자미 frame 및 민태 젤라틴 가수분해물과 홍합 발효조미액을 배합한 천연조미료의 제조=160,188,1

5.1. 홍합 발효조미액의 관능평가=160,188,1

5.2. 가자미 frame 및 민태 젤라틴 가수분해물의 관능평가=160,188,4

6. 기능성 가수분해물과 발효조미액을 이용한 천연조미료의 제조=164,192,2

제4절 요약=166,194,3

참고문헌=169,197,11

최종보고서 초록/김세권=180,208,1

표목차

Table 1. Conditions for the hydrolysis of yellowfin frame protein treated with eight different pretenses=20,48,1

Table 2. Proximate compositions of Yellowfin sole frame flesh=28,56,1

Table 3. Amino acid composition of Yellowfin sole hydrolysates=47,75,1

Table 4. ACE inhibitory activity of Yellowfin sole hydrolyates by ultrafitration membrane=77,105,1

Table 5. ACE inhibitory activity of fractions isolated from Yellowfin sole hydrolysate on a SP-Sephadex C-25 column=80,108,1

Table 6. ACE inhibitory activity of fractions isolated by HPLC with GPC column=82,110,1

Table 7. ACE inhibitory activity of fractions isolated from H-3a by HPLC with GPC column=84,112,1

Table 8. ACE inhibitory activity of fractions isolated from H-3a by HPLC with GPC column=86,114,1

Table 9. Optimum conditions for extration of hoki skin gelatin=96,124,1

Table 10. Amino acid compositions of hoki skin gelatin=97,125,1

Table 1. Proximate composition of fermented mussel (Mytilus coruscus) sauce=139,167,1

Table 2. Amino acid composition of fermented mussel sauce=140,168,1

Table 3. Free amino acid composition of fermented mussel sauce=141,169,1

Table 4. Contents of nucleotides and their related compounds in fermented mussel sauce=142,170,1

Table 5. Purification of ACE inhibitory peptide from fermented mussel sauce=151,179,1

Table 6. Sensory evaluation for mussel sauce=161,189,1

Table 7. Sensory evaluation for various molecular weight of Yellowfin sole frame hydrolysates=162,190,1

Table 8. Sensory evaluation for various weight of the hoki skin gelatin hydrolysates=163,191,1

Table 9. Sensory evaluation for various molecular sauces=165,193,1

그림목차

Fig. 1. The renin-angiotensin system and kallikrein-kinin system=2,30,1

Fig. 2. Schematic diagram of structural domains of angiotensin I converting enzyme=3,31,1

Fig. 3. The sources and cellular responses to reactive oxygen species=6,34,1

Fig. 4. Schematic procedure for the extraction of crude enzyme from Tuna intestine=11,39,1

Fig. 5. Proteinolytic activities of TICE on synthetic substrates=31,59,1

Fig. 6. Comparison of proteolytic activity between commercial enzymes and TICE. substrate(Yellowfin sole frame protein)=33,61,1

Fig. 7. Effect of pH on the hydrolysis of Yellowfin sole frame protein by TICE=34,62,1

Fig. 8. Effect of temperature on the hydrolysis of Yellowfin sole frame protein by TICE=36,64,1

Fig. 9. Effect of substrate concentration on the hydrolysis of Yellowfin sole frame protein by TICE=37,65,1

Fig. 10. Effect of substrate/enzyme ratio on the hydrolysis of Yellowfin sole frame protein by TICE=39,67,1

Fig. 11. Effect of incubation time on the hydrolysis of Yellowfin sole frame protein by TICE=40,68,1

Fig. 12. Effects of antioxidative activity of hydrolysates of various enzyme from Yellowfin sole protein in linoleic acid autoxidation system measured by the ferric thiocyanate method=43,71,1

Fig. 13. Effects of ACE inhibitory activity of hydrolysates of various enzymes from Yellowfin sole frame protein=44,72,1

Fig. 14. Procedures for the purification and characterization of antioxidative peptides from Yellowfin sole frame protein=45,73,1

Fig. 15. Molecular weight distribution profiles of YFP I,II,III,IV and V on HPLC with GPC column=48,76,1

Fig. 16. Antioxidative activity of hydrolysates of TICE + pepsin from Yellowfin sole protein in linoleic acid autoxidation system measured by the ferric thiocyanate method=50,78,1

Fig. 17. Radical scavenging activity of hydrolysates of TICE + pepsin enzyme from Yellow fin sole protein on DPPH radical=51,79,1

Fig. 18. Antioxidative activity of YFP I at various concentration in linoleic acid autoxidation system by the ferric thiocyanate method=54,82,1

Fig. 19. Radical scavenging activity of YFP I at various concentration on DPPH radical=55,83,1

Fig. 20. Synergistic effects of α-tocopherol and hydrolysates of TICE + pepsin from Yellowfin sole protein in linoleic acid autoxidation system measured by the ferric thiocranate method=56,84,1

Fig. 21. Separation of YFP I by SP-Sephadex C-25 column chromatography (lower panel) and antioxidative activities (upper panel) of the fractions (I,II and III)=59,87,1

Fig. 22. Purification of fraction III on Sephadex G-75 gel chromatography (lower panel) and antioxidative activities(upper panel) of the fractions(III-1)=60,88,1

Fig. 23. Reverse-phase HPLC pattern on a Primary 10 C-18 column of active fraction III eluted on the Sephadex G-75 gel chromatography (lower panel) and antioxidative activities (upper panel) of the fractions (III-1-1,III-1-2,III-1-3,III-1-4)=61,89,1

Fig. 24. Reverse-phase HPLC pattern on a Primary 10 C-18 column of active fraction III-1-1 eluted on the HPLC (lower panel) and antioxidative activities (upper panel) of the fractions (III-1-1a,III-1-1b)=62,90,1

Fig. 25. SDS-PACE of the purified enzymatic hydrolysates of Yellowfin sole frame protein on 12.5% gels under denaturing condition=64,92,1

Fig. 26. Cytotoxicity of antioxidative peptide from Yellowfin sole frame protein (YFP) on cultured normal human liver cells=68,96,1

Fig. 27. Effect of t-BHP concentration on cell killing of cultured cells without and with antioxidative peptide from Yellowfin sole frame protein(YFP)=69,97,1

Fig. 28. Effect of antioxidative peptide from Yellowfin sole frame protein (YFP) on lipid peroxidation induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=70,98,1

Fig. 29. Effect of antioxidatve peptide from Yellowfin sole frame protein (YFP) on catalase activity induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=71,99,1

Fig. 30. Effect of antioxidative peptide from Yellowfin sole frame protein (YFP) on superoxide dismutase activity induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=72,100,1

Fig. 31. Effect of antioxidative peptide from Yellowfin sole frame protein(YFP) on glutathione peroxidase activity induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=73,101,1

Fig. 32. Effect of antioxidative peptide from Yellowfin sole protein (YFP) on glutathione S-transferase activity induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=74,102,1

Fig. 33. Procedures for the purification and characterization of ACE inhibitory peptides from Yellowfin sole Came protein=76,104,1

Fig. 34. Distribution of ACE inhibitory peptides hydrolyzed from Yellowfin sole frame protein by ultrafiltration membrane (1-3 kDa)=78,106,1

Fig. 35. Purification of ACE inhibitory peptides from yellowfin sole frame protein,Ion exchange chromatogram on SP-Sephadex C-25=81,109,1

Fig. 36. Purification of ACE inhibitory peptides from yellowfin sole frame protein=83,111,1

Fig. 37. Purification of ACE inhibitory peptides from yellowfin sole frame protein=85,113,1

Fig. 38. Purification of ACE inhibitory peptides from yellowfin sole frame protein=87,115,1

Fig. 39. Identification of molecular weight and purity of ACE inhibitory peptide from Yellowfin frame hydrolysate=92,120,1

Fig. 40. Change in systolic blood pressure (SBP) of SHR by administering ACE inhibitory peptide=93,121,1

Fig. 41. Binding interactions substrate (Leu-Gly-Pro) based on active sitemodel of ACE by Ondetti and Cushman (1984)=94,122,1

Fig. 42. Procedures for the purification and characterization of antioxidative peptides from hoki skin gelatin=98,126,1

Fig. 43. Degree of hydrolysis of hoki skin gelatin by various enzymes=99,127,1

Fig. 44. Effects of antioxidative activity of hydrolysates from hoki skin gelatin by various enzymes in linoleic acid autoxidation system measured by the ferric thiocyanate method=103,131,1

Fig. 45. Effects of ACE inhibitory activity of hydrolysates from hoki skin gelatin by various enzymes=104,132,1

Fig. 46. Antioxidative activity of hydrolysates of TICE + α-chymotrypsin from hoki skin gelatin in linoleic acid autoxidation system measured by the ferric thiocyanate method=105,133,1

Fig. 47. Synergistic effects of α-tocopherol and hydrolysates of TICE + α-chymotrypsin from hoki skin gelatin in linoleic acid autoxidation system measured by the ferric thiocyanate method=106,134,1

Fig. 48. Profile of cation exchange chromatography of HSG I on SP-Sephadex C-25 column=108,136,1

Fig. 49. Pattern of Gel chromatography on Sephadex G-50=109,137,1

Fig. 50. Reverse-phase HPLC pattern on a Primary 10 C-18 column of active fraction G-3 eluted on the Sephadex G-75 gel chromatography=110,138,1

Fig. 51. Antioxidative activity of P-HSG in linoleic acid autoxidation system measured by the ferric thiocyanate method=111,139,1

Fig. 52. Identification of molecular weight and purity of antioxidative peptide from hoki skin gelatin=113,141,1

Fig. 53. Cytotoxicity of antioxidative peptide from hoki skin gelatin on cultured normal human liver cells=115,143,1

Fig. 54. Effect of t-BHP concentration on cell killing of cultured cells without and with antioxidative peptide from hoki skin gelatin (HSG)=116,144,1

Fig. 55. Effect of antioxidative peptide from hoki skin on lipid peroxidation induced by t-BHP in cultured liver cells=117,145,1

Fig. 56. Effect of antioxidative peptide from hoki skin gelatin (HSC) on catalase activity induced by t-BHP treatment in liver cells=119,147,1

Fig. 57 Effect of antioxidative peptide from hoki skin gelatin (HSC) on superoxide dismutase activity induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=120,148,1

Fig. 58. Effect of antioxidative peptide from hoki skin gelatin (HSC) on glutathione peroxidase activity induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=121,149,1

Fig. 59. Effect of antioxidative peptide from hoki skin gelatin (HSC) on glutathione S-transferase activity induced by t-BHP treatment in cultured liver cells=122,150,1

Fig. 1. Gel filtration chromatography of fermented mussel saucse (FMS) on the Sephadex G-75 column and the ACE inhibitory activity=146,174,1

Fig. 2. Ion-exchange chromatography of active fraction B on the SP-Sephadex C-25 column and ACE inhibitory activity=147,175,1

Fig. 3. Reversed-phase HPLC pattern on a Nucleosil 100-7 ODS C18(이미지참조) column of active fraction BIII=148,176,1

Fig. 4. Rechromatography of fraction BIIIb pooled on HPLC on a Nucleosil 100-7 ODS C18(이미지참조) column=149,177,1

Fig. 5. Determination of molecular weight of purified peptide on HPLC with GPC column=150,178,1

Fig. 6,Change in systolic blood pressure (SBP) of SHR by administering ACE inhibitory peptide=152,180,1

Fig. 7. Purification of anticancer peptide from mussel using liquid chromatographies=154,182,4

Fig. 8. Cytotoxicity of a fermented mussel on cultured normal human liver cells (Chang cell)=158,186,1

Fig. 9. Antitumor activity of fermented mussel on cultured various cancer cells=159,187,1